苦草-附着生物复合系统对水体磺胺降解的贡献评估.pdf
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1、DOI:10.15928/j.1674-3075.202204140119收稿日期:2022-04-14修回日期:2023-05-26基金项目:国家自然科学基金面上项目(51779157);基于生态化学计量学的三峡水库典型支流食物网养分循环及驱动机制研究。作者简介:龚洁,女,1981年生,副教授,博士,主要研究方向为水生态修复。E-mail:通信作者:朱利明。E-mail:苦草-附着生物复合系统对水体磺胺降解的贡献评估龚 洁1,郝森舰1,芦 川3,冯立辉4,邹曦2,朱利明2(1.武汉科技大学,资源与环境工程学院,湖北 武汉 430081;2.水利部中国科学院水工程生态研究所,水利部水工程生态效
2、应与生态重点实验室,湖北 武汉 430079;3.中国宝武钢铁集团有限公司武汉钢铁有限责任公司炼铁分厂,湖北 武汉 430080;4.中交第二航务工程局有限公司,湖北 武汉 430000)摘要:磺胺类抗生素(Sulfonamides,SAs)在医药和养殖领域的广泛使用,造成自然水体中残留量不断增加,对水生态系统造成严重危害。了解苦草-附着生物复合体对磺胺(Sulfonamides,SN)降解效果以及苦草和附着生物对SN降解的贡献,为后期研究附着生物的定植演替规律和群落结构特征以及应用“沉水植物-附着生物复合系统”治理抗生素污染水体提供理论支撑。选择沉水植物苦草(Vallisneria nata
3、ns)作为实验物种,设置P-V-(无附着生物,无苦草)、P+V-(有附着生物,无苦草)、P-V+(无附着生物,有苦草)、P+V+(有附着生物,有苦草)4种处理,开展静态模拟试验,探讨沉水植物-附着生物复合系统对磺胺的降解效果及各自的贡献。结果表明:在降解SN的过程中,P+V+处理组SN浓度由25 mg/L降至5.4 mg/L,去除率为78.4%,降解效果最好;实验13 d苦草的贡献率为94.34%,发挥着主要作用,附着生物的贡献率为5.66%,起到次要作用;丛毛单胞菌科、细胞弧菌科和腐螺旋菌科为P+V+处理组附着生物的优势类群。关键词:附着生物;磺胺;苦草;复合系统;贡献评估;降解中图分类号:
4、Q178.1文献标志码:A文章编号:1674-3075(2023)05-0142-07水 生 态 学 杂 志Journal of HydroecologyVol.44,No.5第 44 卷第 5 期2023年9月Sep.2023磺胺类抗生素(Sulfonamides,SAs)是一种广谱抗菌的人工合成抗菌药,主要用于预防和治疗细菌感染性疾病。当前,全球每年的抗生素消费量可达10万20万t,我国是抗生素生产、使用和销售的大国,每年生产抗生素原料约 21万t(谷娇等,2021)。由于现有的污水处理工艺并不能将抗生素完全去除,导致抗生素排放到环境中并在水中经常被检测到。韩国地表水体中SAs平均检出浓度
5、为 20g/L,德国地下水的抗生素检测中,SAs达到410ng/L(Juliana et al,2017)。水体SAs浓度升高,会对水生动物、植物和微生物产生生态毒理学效应,并通过食物链进入人体,破坏人体的免疫系统,引起“三致效应”(Cxh et al,2019)。因此,如何生态、高效地去除水环境中的SAs越来越引起人们重视。环境中抗生素的去除方法主要有物理法、化学法、生物法。基于生物法运行成本低、对环境二次污染较小的优点,使用植物修复和微生物修复技术降解水体中抗生素污染成为主流趋势(Abu-Alsoud&Bottaro,2020)。其中,植物修复和人工湿地技术早已被广泛应用于抗生素去除。已有
6、研究发现,水生植 物 大 漂(Pistia stratiotes)、凤 眼 莲(Eichhorniacrassipes)、空心菜(Ipomoea aquatica)和水芹(Oenanthe javanica)能够去除水体中多种抗生素(Machado&Soares,2019)。Preiner等(2020)研究表明,由黑麦草(Lolium perenne)构建的植物浮床对养殖废水中的SAs去除率可达91.8%99.5%。此外,在研究人工湿地去除抗生素方面发现,芦苇(Phragmites australis)、香蒲(Typha orientalis)、香根草(Vetiveria zizanioide
7、s)和美人蕉(Canna indica)对磺胺甲恶唑(SMX)具有较高的去除率(张航俊等,2021)。目前利用微生物去除SAs多为污水处理厂的活性污泥法,王宇等(2020)研究发现,从活性污泥样品中筛选出嗜冷菌 HA-4,在最佳生长条件下对SMX进行192 h的降解,其降解率为34.3%。另有研究发现,采用两相厌氧系统处理磺胺(Sulfonamide,SN)废水,通过Ca(OH)2调节pH以及降低SO42-浓度的预处理,仪器稳定运行6个月,SAs的去除率仅为10.8%(陈蕾和ZHOU,2018)。为了提高水体中抗生素的去除效果,学者研究了沉水植物-附着生物复合系统的去除效果。Dini-2023
8、 年第 5 期Andreote等(2015)发现,沉水植物为水体中微生物提供附着基质和栖息场所,形成生物膜,而植物-生物膜-水体交界面释放的O2和有机质等,为微生物生长提供了适宜的微环境。沉水植物与微生物协同作用,可有效抑制水体中抗生素污染。朱利明(2020)研究表明,在SN降解的过程中,光解和沉水植物-附着生物复合系统共同发挥作用。Guo等(2008)使用了活性污泥与藻类共同处理一系列典型的头孢类抗生素,去除率超过90%,且发现将藻类作为预处理手段确实有助于降解效率的提高。当前使用沉水植物-附着生物复合系统去除水体中抗生素的研究还处于起步阶段,主要集中于研究沉水植物-附着生物复合系统对于抗生
9、素的去除效果,尚未有沉水植物-附着生物复合系统对水体磺胺降解的贡献评估以及附着微生物定植演替规律的研究。因此,本文选择水生态修复中常用沉水植物苦草作为实验物种,研究在光解、沉水植物、附着生物以及沉水植物-附着生物复合系统4种不同条件下,SN的降解效果,并通过附着微生物的添加和去除,探究其在沉水植物苦草降解SN过程中的贡献以及附着微生物定植演替规律。1 材料与方法1.1 主要试剂和仪器磺胺纯度99.8%,购于国药集团药业有限公司,其分子式为C6H8N2O2S,25 下水溶性为7.5 g/L;乙腈及磷酸购自中国伊诺凯公司,为色谱纯;其他化学药品均为分析纯。高效液相色谱为UltiMate3000(赛
10、默飞,荷兰)。1.2 实验材料降解实验于2021年4-6月开展。苦草采集于湖北省武汉市东湖(水质基本情况如表 1),带回实验室清洗干净,移栽于塑料箱(66 cm48 cm41 cm)进行预培养15 d。选取叶长约10 cm的苦草,再次将其表面附着藻类轻轻刷洗清除,移植到6 L的玻璃标本瓶中,以透明玻璃珠作为固定基质(直径为6 mm);每个标本瓶中种植10株苦草,再次进行预培养7 d(图1)。2次预培养的营养液均是以曝气自来水配置的10%Hoagland 营养液(Chang et al,2019)。接种的附着生物来源于东湖采集的沉水植物和水底石块,将沉水植物和石块用软毛刷刷洗表面,刷洗液定容制备
11、附着生物添加液;将附着生物添加液放置到50 mL离心管中,用磷酸盐缓冲液定容,再用液氮冷冻送检,测定附着微生物种类。表1 武汉市东湖水质状况Tab.1 WaterqualityparametersinEastLakeof Wuhancity水质指标水温/溶解氧/mgL-1pH总氮/mgL-1总磷/mgL-1氨氮/mgL-1数值25.0015.196.990.370.050.12水质指标硝氮/mgL-1磷酸盐/mgL-1叶绿素/gL-1高锰酸盐/mgL-1盐度电导率/mScm-1数值0.150.00640.333.690.200.30图1 实验装置示意Fig.1 Schematic diagra
12、m of the experimental devices1.3 苦草无菌苗的制备及验证选取上述预培养的苦草,采用软牙刷和200 mL无菌的Milli-Q水于培养皿(直径为15 cm)中对植物表面进行轻轻刷洗,重复5次;然后将苦草放置于大烧杯中,使用100 W的超声处理20 min,重复3次,每次重复更换Milli-Q水。选取最后一次大烧杯中的冲洗液接种到牛肉膏蛋白胨培养基中观察有无菌落产生。高压灭菌处理后的牛肉膏蛋白胨培养基,经过48 h预培养之后,无菌落生成(图2-a);接种去除附着生物的冲洗液,进行无菌验证。经过48 h的培养后,牛肉膏蛋白胨培养基上未发现明显菌落(图2-b)。1.4 实
13、验设计1.4.1SN去除实验设置对照组 P-V-(无附着生物,无苦草),和 3 个处理组 P+V-(有附着生物,无苦草)、P-V+(无附着生物,有苦草)、P+V+(有附着生物,有苦草),实验容器为 6 L 的玻璃标本瓶,每个标本瓶中加入SN浓度为25 mg/L的营养液5 L,每组 4 个重复。分别种植10株长势相近、叶长约10 cm的无菌苦草于P-V+和P+V+处理组中,以透明玻璃珠作为固定基质(直径为6 mm);分别添加附着生物刷洗液500 mL于P+V-和P+V+处理组中。实验在室内环境中进行,室内温度为(302),光照龚 洁等,苦草-附着生物复合系统对水体磺胺降解的贡献评估1432023
14、 年 9 月水 生 态 学 杂 志第 44 卷第 5 期强度为4 000 lx,光照比为12 h:12 h。实验周期为13 d,每2 d测定水体SN浓度,并且在实验结束时,记录植物的叶长、根长、相对生长率(RGR)及水体中溶解氧(DO)的变化。图2 预培养48 h后(a)和接种冲洗液48 h后(b)的培养基Fig.2 Medium after preculture for 48h(a)and afterinoculation of rinse solution for 48h(b)1.4.2 复合系统对SN降解的贡献评估 设置2个处理组,P-V+(无附着生物,有苦草)和P+V+(有附着生物,有
15、苦草),每个处理组 4 个重复。实验容器为6 L的玻璃标本瓶,每个标本瓶中加入SN浓度25 mg/L的营养液5 L,分别种植10株长势相近、株长约10 cm的无菌苦草于P-V+和P+V+处理组中,添加附着生物刷洗液500 mL于P+V+处理组中。实验在室内环境中进行,室内温度为(302),光照强度为4 000 lx,光照比为12 h:12 h。实验周期为13 d,每2 d测定水体SN浓度,每3 d超声分离苦草表面的附着微生物,将之放置到50 mL离心管中,用磷酸盐缓冲液定容,液氮冷冻送检,用16S rDNA高变区测序测定附着微生物种类。1.5 指标测定水温、溶解氧(DO)、酸碱度(pH)、盐度
16、(SAL)以及电导率采用YSI ProPlus手持式多参数水质分析仪测定。现场采集水样带到实验室测定总氮(TN)、总磷(TP)、氨氮(NH4+-N)、硝氮(NO3-N)、磷酸盐、叶绿素和高锰酸盐。附着微生物种类采用16S rDNA高变区测序测定。采用高效液相色谱法(HPLC)对SN进行检测,样品经玻璃标本瓶中取出,取1 mL过0.22m水系膜与1.5 mL进样瓶中4 避光保存,待测。色谱条件为:C18 分析柱(150 mm 4.6 mm,5m);流动相:乙腈/磷酸=60:40(0.017 mol/L)混合后置于棕色瓶中,4 冰箱保存;流速:1.0 mL/min;紫外检测波长:259 nm;柱温
17、:40;自动进样量:10L。相对生长率R的计算按照以下公式:R=W-W0W0 100%式中:W为实验结束后(13 d)的苦草生物量(g),W0为实验初始阶段(0 d)的苦草生物量(g)。1.6 数据的统计分析运用 EXCEL 2020进行数据预处理,数据间的显著性差异采用单因素方差分析,用 SPSS19.0 软件进行分析,在进行方差分析前,对数据进行了方差齐性分析和正态分布分析,若方差齐性,选择 LSD 检验,反之使用 Dunnetts 检验(P0.05)。所有数据以MeanSD 表示。所有作图使用 origin9.0 软件。2 结果与分析2.1 不同处理条件下苦草及水体指标的变化在 SN 胁
18、迫下,苦草生物学指标发生明显变化(图3)。13 d时,P+V+处理组的叶长显著大于P-V+处理组(P0.05)。由图3可以看出,P+V+处理组的苦草相对生长率显著大于P-V+处理组(P0.05)。不同的字母表示两组之间具有显著性差异(P0.05)图3 各处理组苦草的生物学指标变化Different letters represent significant difference between treatments(P0.05)Fig.3 Changes in the biological indices of Vallisneria natans in each treatment grou
19、p叶长/cmLeaf length根长/cmRoot length相对生长率/%relative growth ratio05101520013时间/dTime(a)P-V+P+V+0123456013时间/dTimeP-V+P+V+处理组Treatment group020406080(b)(c)1442023 年第 5 期不同处理条件下各处理组DO的变化如图4。与第1天相比,13 d时各处理组DO显著降低(P0.05)。7、9、11、13 d时,P+V+和P-V+处理组DO存在着显著性差异(P0.05);7、11、13 d时,4个处理组DO存在着显著性差异(P0.05)。在不同处理条件下,
20、各处理组SN浓度发生明显变化(图5)。与第1天相比,13 d时各处理组SN浓度显著降低(P0.05);7、9、11 d时,4个处理组SN浓度存在显著性差异(P0.05)。溶解氧/mgL-1Dissolved oxygen时间/dTime024681012235791113不同的字母表示两组之间具有显著性差异(P0.05)图4 不同处理组水体溶解氧的变化Different letters represent significant differencebetween treatments(P0.05)Fig.4 Variation of dissolved oxygen in different
21、treatment groups磺胺浓度/mgL-1SN时间/dTime0513579111310152025不同的字母表示两组之间具有显著性差异(P0.05)图5 不同处理条件下各处理组SN浓度的变化Different letters represent significant differencebetween treatments(P0.05)Fig.5 SN concentration in the differenttreatment groups2.2 复合系统对SN降解的贡献评估苦草无菌苗及苦草-附着生物复合系统的SN去除率如图6。与第1天相比,13 d时各处理组SN去除率显著提
22、高(P0.05)。7、9、11 d时P+V+处理组SN去除率显著大于P-V+处理组(P0.05)。磺胺去除率%SN removal rate时间/dTime020135791113406080100不同的字母表示两组之间具有显著性差异(P0.05)图6 不同处理条件下各处理组SN去除率Different letters represent significant differencebetween treatments(P0.05)Fig.6 Removal rate of SN for differenttreatment groups沉水植物和附着生物对SN降解的贡献率如表2。实验前5d,
23、沉水植物的贡献率为100%;7、9、11、13d时,沉水植物的贡献率为89.26%、79.96%、82.68%、94.34%,附着生物的贡献率为10.74%、20.04%、17.32%、5.66%。表2 沉水植物和附着生物对SN降解的贡献率Tab.2 Contribution of V.natans and epiphytesto SN degradation种类沉水植物附着生物贡献率/%1 d10003 d10005 d10007 d89.2610.749 d79.9620.0411 d82.6817.3213 d94.345.66附着生物的主要种类及相对丰度见表3。在整个演替过程中,处理组
24、附着生物种群随着时间推移逐渐变化;0 d时,丛毛单胞菌科、黄杆菌科和红环菌科相对丰度较高,为优势类群,而细胞弧菌科和腐螺旋菌科相对丰度较低(表3);在012d时,黄杆菌科、红环菌科和嗜甲基菌科相对丰度逐渐降低;丛毛单胞菌科、细胞弧菌科和腐螺旋菌科相对丰度逐渐增高,成为优势类群(图7)。相对丰度%Relative abundance时间/dTime0101357911132030405060丛毛单胞菌科细胞弧菌科腐螺旋菌科黄杆菌科红环菌科嗜甲基菌科图7 附着微生物相对丰度变化Fig.7 Relative abundance of epiphytic organisms龚 洁等,苦草-附着生物复合
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