兽医药理学实验.doc

兽医药理学实验

1. 兽医处方的书写（讲授）
2. 实验动物的种类、捉拿及给药途径（讲授结合实验）
实验材料：小鼠5-10（22人拟分成4-5组）只，1ml注射器20支，12-16#小鼠灌胃针5个，生理盐水
3. 实验动物的采血及处死方法（讲授结合实验）
实验材料：小鼠5-10只（22人拟分成4-5组），1ml注射器20支
4. 水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用（实验）
实验材料：药物——7％水合氯醛、2.5％氯丙嗪；器械——10ml注射器、酒精棉；动物——家兔3只
5. 利尿药对兔的利尿作用观察（实验）
实验材料：药物——1％呋塞米注射液，7％水合三氯乙醛；器械——兔固定器，外科刀、剪刀、棉花、丝线、绷带、输尿管导管、烧杯、镊子、血管钳子；动物——家兔1只。
6. 盐类泻药机理分析（实验）
实验材料：药物——10%硫酸钠、常水、生理盐水、7%水合氯醛；器械——兔手术台、剪刀、手术刀、缝线、注射器、针头；动物——家兔1只。
7. 试管二倍稀释法测定MIC（讲授）
8. 药物的配伍禁忌（讲授）

一. 实验动物的捉拿和固定方法
实验目的：了解常用实验动物的保定及固定方法，掌握实验小鼠的固定方法
实验内容：
1. 狗的捆绑与固定 至少由2～3人进行。捆绑前实验者应先对其轻柔抚摸，避免使其惊恐或激怒；用一条粗棉绳兜住上、下颌，在上颌处打一结(勿太紧)，再绕回下颌打第二个结，然后将绳引向头后部，在颈项上打第三个结且在其上打一活结（图3.3-4）。切记住兜绳时，要注意观察狗的动向，以防被其咬伤。如狗不能合作，须用长柄狗头钳夹持其颈部，并按倒在地，以限制其头部活动，再按上述方法捆绑其嘴。捆嘴后使其侧卧，一人固定其肢体，另一人注射麻醉药。此时，应注意狗可能出现挣扎，甚至大小便俱下，以及由于这种捆绑动作往往致使狗呼吸急促，甚至屏气等问题。待动物进入到麻醉状态后，立即松捆，以防窒息。
将麻醉好的狗仰卧置于实验台上，用特制的狗头夹固定狗头(图3.3-3)。固定前将狗舌拽出口外，避免堵塞气道。将狗嘴伸入铁圈，再将直铁杆插入上、下颌之间，再下旋铁杆，使弯形铁条紧压犬的下颌（仰卧固定）或压在鼻梁上（俯卧固定）。再将狗头夹固定在手术台上。
固定好狗头后，取绳索用其一端分别绑在前肢的腕关节上部和后肢的踝关节上部，绳索的另一端分别固定在实验台同侧的固定钩上。固定两前肢时，亦可将两根绳索交叉从犬的背后穿过并将对侧前肢压在绳索下,分别绑在实验台两例的固定钩上。若采取俯卧位固定时，绑前肢的绳索可不交叉，直接绑在同侧的固定钩上。

2. 猫 捉持猫时应戴手套，防止被其抓伤（图3.4-5）。先将猫关入特制的玻璃容器中，投入乙醚棉团对其进行快速麻醉，然后乘其未醒立即固定在猫袋或实验台上。

3. 兔 捉持家兔时只须实验者和助手将其抓牢或按住即可。正确捉持方法为：一手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻提起，另一手托住其臀部，使其呈坐位姿势（图3.4-6）。

兔可固定在兔盒或兔台上（3.4-7）。在手术台上用兔头夹固定头部(图3.3-3A),把嘴套入铁圈内，调整铁圈至最适位置然后将兔头夹的铁柄固定在手术台上。或用一根较粗棉线绳一端打个活结套住兔的两只上门齿，另一端栓在实验台前端的铁柱上。做颈部手术时,可将一粗注射器筒垫于动物的项下,以抬高颈部,便于操作。兔的四肢固定和狗相同。

　 4. 小鼠、大鼠 实验者右手捉住小鼠尾，鼠会本能地向前爬行。左手攥紧鼠颈背部皮肤，使其腹部向上，拉直躯干，并以左手小指和掌部夹住其尾固定在左手上（图3.3-8）。可作腹腔麻醉。亦可用金属筒、有机玻璃筒或铁丝笼式固定器固定，露出尾部，作尾静脉注射。
捉持大鼠的方法基本同小鼠。大鼠在惊恐或激怒时会咬人，捉拿时可戴防护手套，或用厚布盖住鼠身作防护，握住整个身体，并固定头骨，防止被咬伤。动作应轻柔，切忌粗暴。也可用钳子夹持。最后再根据需要，将大鼠置于固定笼内或捆绑四肢。
固定头骨，防止被咬伤。动作应轻柔，切忌粗暴。也可用钳子夹持。最后再根据需要，将大鼠置

5. 豚鼠　右手横握豚鼠腹前部，左手轻托后肢（图3.4-9）。
6. 蛙 实验者一手拇指、食指和中指控制蛙两前肢，无名指和小指压住两后肢（图3.3-10）。
实验过程：小鼠的捉拿固定

二．实验动物的给药方法
实验目的：了解常用实验动物的基本给药方法，掌握实验小鼠的皮下、腹腔及静脉给药方法，家兔的肌肉、耳静脉给药方法。
实验内容：
1. 经口投药法
(1) 口服法 ．
口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。
(2) 灌服法
灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种：
①固体药物口服
一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。
② 液体药物灌服

小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。
给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。

2 注射给药
(1) 皮下注射
皮下注射是将药物注射于皮肤与肌肉之间，适合于所有哺乳动物。实验动物皮下注射一般应由两人操作，熟练者也可一人完成。由助手将动物固定，术者用左手捏起皮肤，形成皮肤皱褶，右手持注射器刺入皱褶皮下，将针头轻轻左右摆动，如摆动容易，表示确已刺入皮下，再轻轻抽吸注射器，确定没有刺入血管后，将药物注入(图3.4-4)。拔出针头后应轻轻按压针刺部位，以防药液漏出，并可促进药物吸收。鸽、禽类常选用翼下注射。

(2) 肌肉注射
肌肉血管丰富，药物吸收速度快，故肌内注射适合于几乎所有水溶性和脂溶性药物，特别适合于狗、猫、兔等肌肉发达的动物。而小白鼠、大白鼠、豚鼠因肌肉较少，肌肉注射稍有困难，必要时可选用股部肌肉。鸟类选用胸肌或腓肠肌。肌内注射一般由两人操作，小动物也可由一人完成。助手固定动物，术者用左手指轻压注射部位，右手持注射器刺入肌肉，回抽针栓，如无回血，表明未刺入血管，将药物注入，然后拔出针头，轻轻按摩注射部位，以助药物吸收。
(3) 腹腔注射
腹腔吸收面积大，药物吸收速度快，故腹腔注射适合于多种刺激性小的水溶性药物的用药，并且是啮齿类动物常用给药途径之一。腹腔注射穿刺部位一般选在下腹部正中线两侧，该部位无重要器官。腹腔注射可由两人完成，熟练者也可一人完成。助手固定动物，并使其腹部向上，术者将注射器针头在选定部位刺入皮下，然后使针头与皮肤成45o°角缓慢刺入腹腔，如针头与腹内小肠接触，一般小肠会自动移开，故腹腔注射较为安全(图3.4-5)。刺入腹腔时，术者可有阻力突然减小的感觉，再回抽针栓，确定针头未刺入小肠、膀胱或血管后，缓慢注入药液。

(4) 静脉注射
静脉注射将药物直接注入血液，毋需经过吸收阶段，药物作用最快，是急、慢性动物实验最常用的给药方法。静脉注射给药时，不同种类的动物由于其解剖结构的不同，应选择不同的静脉血管。
①兔耳缘静脉注射
将家兔置于兔固定箱内，没有兔固定箱时可由助手将家兔固定在实验台上，并特别注意兔头不能随意活动。剪除兔耳外侧缘被毛，用乙醇轻轻擦拭或轻揉耳缘局部，使耳缘静脉充分扩张。用左手拇指和中指捏住兔耳尖端，食指垫在兔耳注射处的下方（或以食指、中指夹住耳根，拇指和无名指捏住耳的尖端）,右手持注射器由近耳尖处将针(6号或7号针头)刺入血管（图3.3-7,3.4-6）。再顺血管腔向心脏端刺进约1cm，回抽针栓，如有血表示确已刺入静脉，然后由左手拇指、食指和中指将针头和兔耳固定好。右手缓慢推注药物入血液。如感觉推注阻力很大，并且局部肿胀，表示针头已滑出血管，应重新穿刺。注意兔耳缘静脉穿刺时应尽可能从远心端开始，以便重复注射。
②小白鼠与大白鼠尾静脉注射
小白鼠尾部有三根静脉，两侧和背部各一根，两侧的尾静脉更适合于静脉注射。注射时先将小白鼠置于鼠固定筒内或扣在烧杯中，让尾部露出，用乙醇或二甲苯反复擦拭尾部或浸于40~50℃的温水中加热1分钟，使尾静脉充分扩张。术者用左手拉尾尖部，右手持注射器(以4号针头为宜)将针头刺入尾静脉，然后左手捏住鼠尾和针头，右手注入药物(图3.4-7)。如推注阻力很大，局部皮肤变白，表示针头未刺入血管或滑脱，应重新穿刺，注射药液量以0．15 m1／只为宜。幼年大白鼠也可做尾静脉注射，方法与小白鼠相同，但成年大白鼠尾静脉穿刺困难，不宜采用尾静脉注射。

③狗前肢头静脉注射 狗前肢小腿前内侧有较粗的头静脉和后肢外侧小隐静脉，是狗静脉注射较方便的部位。注射时先剪去该部位被毛，以酒精消毒。用压脉带绑扎肢体根部，或由助手握紧该部位，使头静脉充分扩张。术者左手抓住肢体末端，右手持注射器刺入静脉，此时可见明显回血，然后放开压脉带，左手固定针头，右手缓慢注入药物(图3.4-8)。
④家禽静脉注射 家禽可选择翼下肱静脉或蹼间静脉(图3.4-9)进行注射给药。方法同于其它动物。

实验过程：1. 小鼠的灌胃、皮下、腹腔及静脉给药方法

三. 实验动物的取血方法
实验目的：了解常用实验动物的基本采血方法，掌握实验小鼠尾静脉及眼眶采血方法，家兔的耳静脉采血及心脏采血方法。
实验内容：
血液常被比喻为观察内环境的窗口，在需要检测内环境变化的生理实验中常需要采取血液样本。因实验动物解剖结构和体型大小差异，及所需血量的不同，取血方法不尽相同。
1. 兔
①耳中央动脉取血 乙醇涂擦耳中央动脉部位，使其充分扩张，用注射器刺入耳中央动脉抽取动脉血样，一次性取血时也可用刀片切一小口，让血液自然流出，收取血样；取血后用棉球压迫局部，予以止血。
②股动脉取血 将家兔仰卧位固定。术者左手以动脉搏动为标志，确定穿刺部位，右手将注射器针头刺入股动脉，如流出血为鲜红色，表示穿刺成功，应迅速抽血，拔出针头，压迫止血。
③耳缘静脉取血 耳缘静脉可供采取少量静脉血样，方法与前述耳缘静脉注射给药相似。
④心脏穿刺取血 将家兔仰卧位固定，剪去心前区被毛，用碘酒消毒皮肤。术者用装有7号针头的注射器，在胸骨左缘第三肋间或在心跳搏动最显著部位刺入心脏，刺入心脏后血液一般可自动流入注射器，或者边刺入边抽吸，直至抽出血液。抽血后迅速拔出针头。心脏取血可获得较大量的血样。
[注]：如需要抗凝血样时，应事先在注射器或毛细管内加入适量抗凝剂，如枸橼酸钠或肝素，将它门均匀浸润注射器或毛细管内壁，然后烘干备用。
2. 大白鼠和小白鼠
①断尾取血 固定动物，露出尾部，用二甲苯擦拭尾部皮肤或将鼠尾浸于45~50℃的热水中数分钟，使其血管充分扩张，然后擦干，剪去尾尖数毫米，让血自行流出，也可从尾根向尾尖轻轻挤压，促进血液流出，同时收集血样，取血后用棉球压迫止血。该方法取血量较少(图3.6-1)。

②眼球后静脉丛取血 术者用左手抓持动物，拇指、中指从背侧稍用力捏住头颈部皮肤，阻断静脉回流，食指压迫动物头部以固定，右手将一特制的毛细吸管(45o)自内眦部(眼睑和眼球之间)插入，并沿眼眶壁向眼底方向旋转插进，直至有静脉血自动流入毛细吸管，取到需要的血样后，拔出吸管 (图3.6-2) 。
③心脏取血 适用于取血量较大时，方法与家兔心脏取血相同，但所用针头可稍短。
3. 狗 一般采用前肢头静脉取血，方法同静脉注射给药。
4. 家禽 可采用切断颈总动脉和颈静脉一次性取血,或从翼下肱静脉、蹼间静脉取血。
实验过程：1. 小鼠尾静脉及眼眶采血

四. 实验动物的处死方法
实验目的：了解常用实验动物的处死方法，掌握实验小鼠颈椎脱臼法及摘除眼球法，家兔的空气拴塞处死法。
实验内容：
1.颈椎脱臼法 颈椎脱臼常用于小白鼠，术者左手持镊子或用拇指、食指固定鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，听到鼠颈部喀嚓声即颈椎脱位、脊髓断裂，鼠瞬间死亡。
2. 断头、毁脑法 断头、毁脑常用于蛙类。可用剪刀剪去头部，或用金属探针经枕骨大孔破坏脑和脊髓而致死。大鼠和小鼠也可用断头法处死，术者需戴手套，两手分别抓住鼠头与鼠身，拉紧并暴露颈部，由助手持剪刀，从颈部剪断鼠头。
3. 空气拴塞法 术者用50~100 ml注射器，向静脉血管迅速注入空气，气体栓塞血管而使动物死亡。使猫与家兔致死的空气量为10~20 m1，狗为70~150 m1。
4. 放血法
①鼠可用摘除眼球，从眼眶动静脉大量放血而致死。
②家兔和猫可在麻醉状态下切开颈部，分离出颈总动脉，用止血钳或动脉夹夹闭两端，在其中间剪断血管后，缓慢打开止血钳或动脉夹，轻压胸部可迅速放出大量血液，动物立即死亡。
③狗在麻醉状态下，可横向切开股三角区，切断股动静脉，血液喷出，同时用自来水冲洗出血部位，防止血液凝固，几分钟后动物死亡。
实验过程：1. 小鼠颈椎脱臼法及摘除眼球处死

实验四 水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用
[目的]
1.了解水合氯醛对兔的麻醉作用以及主要的体征变化。
2.了解氯丙嗪的增强麻醉作用。
[材料] 兔板,5ml注射器2支,1ml注射器1支，5号针头三支。
[药物] 7%水合氯醛,2.5%氯丙嗪。
[动物] 兔三只。
[方法] 取兔三只,称体重,观察正常情况如呼吸,脉搏,体温,痛觉反射,翻正反射,瞳孔，角膜反射等然后分别给各兔注射药物。
甲兔：静脉注射半麻醉量水合氯醛,即7%水合氯醛,2.5ml/kg体重。
乙兔：静脉注射全麻醉量水合氯醛,即7%水合氯醛,1.25ml/kg体重。
丙兔：先静脉注射氯丙嗪(2.5%氯丙嗪 0.12ml/kg体重)后静脉注射半麻醉量水合氯醛(即7%水合氨醛1.25ml/kg体重),分别观察各兔的反应及体征。
[结果] 记录: 将实验结果填入下表。
表1 水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用结果

兔号

体重

药物
麻醉
时间

用药前

用药后
出现时间
维持时间
痛觉反射
翻正反射
角膜反射
痛觉反射
翻正反射
角膜反射
甲

全麻醉量水合氯醛

乙

半麻醉量水合氯醛

丙

氯丙嗪+半麻醉量水合氯醛

[思考题]
1. 氯丙嗪作为麻醉前给药有什么好处?

实验六：盐类泻药的机理分析
【原理】
1. 泻药种类
l 容积性类泻药：硫酸钠、硫酸镁、氯化钠等 （盐类泻药）
l 润滑性泻药：液体石蜡、植物油、动物油等 （油类泻药）
l 刺激性泻药：大黄、芦荟、番泻叶、蓖麻油等 （植物性泻药）
2. 容积性类泻药特点
不易被肠壁吸收、易溶于水的盐类离子。
吸收大量水分
阻止肠道水分被吸收
有利于软化粪便
使肠内容积增大
对肠粘膜产生机
械刺激作用

内服
肠道内
形成高渗溶液
解离出的盐离子及溶液渗
透压的刺激作用
促进肠管蠕动
作用机理：

3. 硫酸钠药理学
l 药理作用：小剂量——盐类健胃作用；大剂量——下泄。
单胃动物 3-8h产生效果，复胃动物18h左右产生作用。
l 主要应用：
用于马属动物大肠便秘；反刍动物瓣胃及皱胃阻塞；做健胃药，多与其他盐类配伍使用；用于排出消化道内毒物、异物，配合驱虫药排出虫体等；10％～20%的高渗溶液外用治疗化脓创、瘘管等
五. 应用注意：
1、 治疗大肠便秘时，硫酸钠合适的浓度为4%~6%。浓度过低效果太差，浓度过高可继发肠炎，加重机体脱水。
2、 硫酸钠不适用小肠便秘治疗易引发胃扩张；
3、 硫酸钠禁与钙盐配合应用。
【实验目的】：了解盐类泻药的下泻作用的机理。
【实验材料】：药物——10%硫酸钠、常水、生理盐水、7%水合氯醛；器械——兔手术台、剪刀、手术刀、缝线、注射器、针头；动物——家兔1只。
【实验方法】：
1. 取一只兔，放于手术台上，保定。用7%水合氯醛按(1.6ml/kg)麻醉。剖开腹腔，选择小肠一段，分为三等分(甲段、乙段、丙段)，每段长约5~7cm，用线结扎隔开。
2. 用注射器向肠腔内注入下列药液： 甲段： 10%硫酸钠溶液 5~8ml 乙段： 常水 5~8ml 丙段： 生理盐水 5~8ml
3. 注射完后将肠管放回腹腔，注意保温，经30~40min后取出观察各段肠管的变化。
【实验结果】：

容积变化情况以“＋”、“－”号表示。
思考题：分析实验结果，说明泻药的下泻机理。

实验五 利尿药对兔的利尿作用观察（实验）
【实验原理】：
1. 常用的利尿药
高效利尿药： 呋塞米，依地尼酸，布美他尼。
中效利尿药： 氢氯噻嗪和氯肽酮。
低效利尿药：螺内酯、氨苯蝶啶和阿米洛利；
2. 作用机制：
高效利尿药作用于肾小管髓袢升支粗段皮质和髓质部。
中效利尿药作用于髓袢升支粗段皮质部。
弱效利尿药抑制远曲小管及集合管的Na+ —K+交换。
三类利尿药对血K+的影响不同，通过对钠离子重吸收的影响进而影响机体的酸碱平衡。
3. 呋塞米（呋喃苯胺酸，速尿）
【药理作用】
抑制Na+、Cl-的主动转运，导致原尿Na+、Cl-浓度增高，尤其是Cl-浓度显著提高，降低肾脏对尿液的稀释功能。
由于从髓袢升支再吸收到髓质间液的Na+、Cl-减少，影响其高渗状态的形成，使肾脏浓缩功能降低，从而产生强大的利尿作用。
【实验目的】：熟悉家兔输尿管的分离技术；了解高效利尿药呋塞米的利尿作用及作用机理。
【实验材料】：药物——1％呋塞米注射液，7％水合三氯乙醛；器械——兔固定器，外科刀、剪刀、棉花、丝线、绷带、输尿管导管、烧杯、镊子、血管钳子；动物——家兔1只。
剪毛
称重
固定
消毒
分离皮下组织和肌肉
暴露腹腔
找出膀胱或肾脏
找出输尿管
结扎
插输尿管
连接胶管
引致腹壁外
引流尿液
水合三氯乙醛麻醉
近肾端切口
1.6ml/kg
【实验步骤】：1.

2. 流出的尿量用量筒记录，然后静注生理盐水25ml，观察尿量的变化。10min后再由静脉注射1％呋塞米注射液(5mg/kg)。
3. 每隔10min观察并记录其尿量的变化
【实验结果】

【思考题】高效利尿药的作用机理是什么？