海风藤组方对慢性硬膜下血肿大鼠炎性介质滴度表达及其依赖性新生血管的影响.pdf

海风藤组方对慢性硬膜下血肿大鼠炎性介质滴度表达及其依赖性新生血管的影响夏士涛,郑鹏跃,王培宇,吴北峰(黑龙江中医药大学附属第一医院,黑龙江 哈尔滨 150040)摘要 目的:观察海风藤组方对慢性硬膜下血肿大鼠炎性反应介质单核细胞趋化蛋白-1(MCP-1)和环氧化酶-2(COX-2)及其依赖性新生血管的影响,探讨海风藤组方对慢性硬膜下血肿大鼠的治疗作用及机制。方法:SD 大鼠 60 只,采用自体血注射法建立大鼠慢性硬膜下血肿模型,共造模成功 48 只,按照随机数字表法将大鼠分为假手术组 10 只、模型组 9 只、阳性对照组 9 只、海风藤组方低剂量组10 只、海风藤组方高剂量组 10 只。假手术组和模型组灌胃蒸馏水,阳性对照组灌胃阿托伐他汀钙片水溶液,海风藤组方低剂量组、高剂量组灌胃海风藤组方药液,每日 1 次,连续灌胃 14 d 后取材进行检验分析。观察大鼠体质量及大鼠神经行为评分;MRI 扫描观察血肿体积;酶联免疫吸附法(ELISA)检测血清和血肿液中 MCP-1 和 COX-2 水平;透射电镜观察血肿外膜结构变化;免疫组化染色法检测血肿外膜新生微血管密度;免疫印迹法检测血肿外膜组织中血管内皮生长因子(VEGF)和转化生长因子 1(TGF-1)表达水平。结果:与假手术组相比,模型组大鼠血清 MCP-1、COX-2 水平升高(P 0.01),与模型组相比,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组大鼠血肿体积缩小,神经功能改善,血清及血肿液MCP-1、COX-2 水平降低(P 0.01),血肿外组织 VEGF、TGF-1 表达水平降低(P 0.01),血肿外膜组织新生血管密度降低(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组相比,海风藤组方高剂量组大鼠血肿体积缩小,神经功能改善,血清及血肿液 MCP-1、COX-2 水平降低(P 0.05),血肿外组织 VEGF、TGF-1表达水平降低(P 0.05),血肿外膜组织新生血管密度降低(P 0.05)。结论:海风藤组方可改善大鼠神经功能,促进血肿吸收,其机制可能与抑制 MCP-1、COX-2 相关炎症反应及减少血管新生有关。关键词 海风藤组方;慢性硬膜下血肿;新生血管中图分类号:R285.5 文献标识码:A 文章编号:1002-2392(2023)08-0029-08DOI:10.19664/ki.1002-2392.230166收稿日期:2023-05-12 修回日期:2023-06-07基金项目:黑龙江省自然科学基金项目(LH2019H110)作者简介:夏士涛(1967-),男,硕士,副主任医师,硕士研究生导师,研究方向:中西医结合治疗神经外科疾病研究。通讯作者:吴北峰(1978-),男,博士,副主任医师,研究方向:中西医结合治疗神经外科疾病研究。慢性硬膜下血肿(chronic subdural hematoma,CS-DH)是神经外科常见病,在外伤的始动因素下,血液积聚并在硬膜下腔扩大,其特点是发生隐匿、进展慢、血肿形成包膜而不能自愈1。随着人口的增长和老龄化问题的加重,CSDH 发病率与患者数逐年增加2,在目前手术为主的治疗模式下,高致残率、高复发率3等问题严重影响 CSDH 患者预后,对本病发病机制及治疗方式的更深层次的研究具有重要意义。海风藤为胡椒科植物风藤的干燥藤茎,具有行经络、和血脉功效,前期研究发现,海风藤醇提物对于 CSDH 大鼠有治疗作用4,为进一步研究其作用机制,明确海风藤为君药的方剂在 CSDH 中的实际应用价值,本研究通过建立慢性硬膜下血肿大鼠模型,观察海风藤组方对其炎症反应及新生血管的影响。1 材料1.1 动物SPF 级 SD 大鼠 60 只,体质量 180 200 g,雄性,购买自北京华阜康生物科技有限公司,质量检测单位:中国医学科学院医学实验动物研究所,动物许可证号:SCXK(京)2021-0008。实验前适应性饲养 1 周,饲养条件:温度 20 25;相对湿度 40%70%,自然光照,自由摄食饮水。本研究已通过实验动物管理委员会批准,实验方案满足一般动物试验伦理学原则,审批号:20190511。922023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023 中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology1.2 主要药物及试剂IxPBS 缓冲液;0.1 mol/L 柠檬酸缓冲液A(含柠檬酸21 g/L);柠檬酸钠缓冲液 B(含柠檬酸钠 29.4 g/L);0.01 mol/L柠檬酸缓冲液(A 液 19 mL、B 液 81 mL,加蒸馏水溶解,调 pH 值至6.0,量筒滴定至1 L);Scott 蓝化液(G1865,Solarbio);兔抗大鼠 VEGF 一抗(批号:ab32365);CD31(GB11063-2,Servicebio);辣根酶标记山羊抗兔 IgG(H+L)(ZB-2301,中杉金桥);DAB显色试剂盒(CW0125,CWBIO);中性树脂(CW0136,CWBIO);阿托伐他汀钙片(辉瑞制药有限公司,批号:H20021408)。1.3 主要设备及仪器显微镜(BX43,OLYMPUS);切片机(2235,Leica);热恒温培养箱(DHP-9054,山东博科生物);移液枪(Research plus 0.5 10 L,20 200 L,100 1 000 L,eppendorf);脑立体定位仪(SA-102,上海玉研科学仪器有限公司);微量注射泵(LEGATO 130kd,Scienti-fic);透射电镜 JEOL JEM-1230(80KV);微型手持式颅钻-国标(78001,深圳市瑞沃德生命科技有限公司);小动物核磁共振仪(TM-PT-01 Rov-01)。2 方法2.1 造模方法采用自体血注射法5进行大鼠 CSDH 造模。大鼠腹腔注射 10%的水合氯醛进行麻醉。将大鼠固定在脑立体定位仪上,以碘伏消毒手术部位 3 遍。沿头部中线剪开头皮,暴露颅骨,剔除骨膜,寻找前囟点作为脑定位参考点,以脑定位参考点作为三维坐标系的参考零点,确定大鼠右侧损伤位点坐标为 X=-3 mm,Z=-1.2 mm。翻转腹股沟备皮,开口分离脂肪暴露下肢静脉,以1 mL 注射器抽取500 L 血液,作为硬膜下血肿的血肿液备用。标记损伤部后,微型颅钻钻孔,以 30 L/min 注射速度注血 10 min,再以 10 L/min速度注血 10 min,缓慢退出注血针,间断缝合头部伤口,3 d 后再次取 500 L 静脉血按上述方式同一部位注血。假手术组造模方法同模型组,但不注射自体血。术后大鼠正常饲养。造模大鼠注血后 7 d 行 MRI 扫描,出现新月形等 T1、长 T2 信号,表示血肿已转成慢性,提示造模成功。2.2 分组60 只大鼠进行造模,共造模成功 48 只,采用随机数字表法将大鼠分为假手术组 10 只,模型组 9 只、阳性对照组 9 只、海风藤组方低剂量组 10 只、海风藤组方高剂量组 10 只。2.3 药物制备及给药方法海风藤组方(海风藤30 g,桃仁9 g,红花9 g,赤芍9 g,川芎9 g,地龙6g,牛膝9 g,当归9 g),中药混合加蒸馏水没过药物表面,浸泡1 h,先武火煮沸,然后文火煎煮 30 min。过滤后加水 2 次煎煮,混合两次煎煮药液后浓缩,得生药浓度为 0.91 g/mL 药液。大鼠给药剂量按照人与大鼠体表面积折算6,海风藤组方低剂量组给药剂量为 1.82 g/kg,海风藤组方高剂量组给药剂量为 3.64 g/kg,模型组和假手术组灌胃蒸馏水,剂量为 4 mL/kg,阳性对照组灌胃阿托伐他汀钙片溶液2.1 mg/kg。各组大鼠每日灌胃 1 次,连续灌胃 14 d。2.4 检测指标与方法2.4.1 大鼠体质量及神经行为学评分灌胃前及灌胃结束后次日,测量大鼠体质量,并评价大鼠神经功能7,评分内容包括,自主活动能力;左前肢偏瘫程度;提尾时左前肢伸不直;抗侧推能力;向左倾斜程度;向左环形度;对触须的反应。无异常为 0 分,中度异常为 1 分,严重异常为2 分,评分越高表明大鼠神经功能越差。2.4.2 血肿体积灌胃前及灌胃结束后次日,以小动物核磁共振仪进行大鼠颅脑扫描,扫描序列选取 T1WI、T2WI、T2WIFLAIR 序列,层厚 1 mm,选择血肿体积最大断层层面,用核磁工作站软件 Volume Viewer 4.3 进行血肿横径、纵径测量,并计算血肿体积。2.4.3ELISA 法检测大鼠血肿液和血清 MCP-1 和COX-2 含量灌胃结束后次日,取大鼠血肿液和腹主动脉血,室温静置1 h,3 000 r/min 离心10 min,取上清液-20 保存,用于 MCP-1、COX-2 检测。用待测物质抗体包被微孔板,制成固相抗体,向包被单抗的微孔中加入待测物质,形成抗体-抗原-酶标抗体复合物,洗涤后加显色液显色,加终止液终止,10 min 内读取酶标仪在450 nm 波 长 下 吸 光 度,通 过 标 准 曲 线 计 算 样 本MCP-1、COX-2 实际含量。2.4.4 透射电镜血肿外膜超微结构观察以麻醉处死的方式处死大鼠,快速分离颅骨,剥离注血侧大鼠血肿外膜组织(假手术组取硬膜组织),常规制作透射电镜样本,包括固定、漂洗、脱水、包埋、超薄切片机切片 70 nm、染色、透射电镜 JEOL JEM-1230(80KV)观察、拍片。2.4.5免疫印迹法检测血肿外膜组织中 VEGF 和TGF-1 表达水平取血肿外膜组织(假手术组取硬膜组织),加入放03中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology 2023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023射免疫沉淀法裂解缓冲液(RIPA)进行裂解,匀浆机摇匀后冰上静置 20 min,10 000 r/min 离心 10 min,取上清液,采用蛋白定量法(BCA 法)检测各样本蛋白含量,根据检测结果调整各组蛋白至相同浓度。样本中加入上样缓冲液,沸水浴 5 min 蛋白变性,使用 SDS-PAGE 凝胶恒压电泳后,将蛋白转至聚偏氟乙烯膜。加 5%脱脂奶粉室温封闭 1 h,分别加入一抗溶液VEGF(1 500)、TGF-(1 1 000),4 孵育过夜。复温 30 min,TBST 溶液漂洗 3 次,滴加 HRP 标记羊抗鼠IgG 二抗溶液,室温孵育 2 h,加入 ECL 显影剂显色,Image J 软件进行灰度扫描分析,内参为 -actin。2.4.6 免疫组化检测大鼠血肿外膜新生微血管密度通过测定血肿外膜组织中 CD31 阳性表达量,计算大鼠血肿外膜组织新生血管密度(MVD),取血肿外膜组织进行血管内皮标志物 CD31 免疫组织化学染色,滴加足量稀释好的 CD31 一抗(1 200),放入湿盒中 4 孵育过夜。室温静置 45 min,PBS 浸洗玻片3 次,每次 5 min,滴加辣根酶标记山羊抗兔 IgG(H+L)(1 100),37 孵育 30 min,淋洗除去 PBS 液,加DAB 液显色 5 10 min,在显微镜下观察掌握染色程度,自来水冲洗1 min,常规脱水、透明、中性树胶封片。血管计数参考 Meada 法8,在 100 倍镜下寻找血管密集区,然后在 400 倍镜下随机选取 5 个不相邻视野观察,计数单个条索状 CD31 阳性血管内皮细胞与彼此分离的血管簇数目,其平均值即为 MVD 值。2.5 统计方法应用 SPSS25.0 软件进行统计分析,计量资料以均数 标准差(x s)表示,多组数据比较采用单因素方差分析(one-way ANOVA),两两比较在方差齐时采用 LSD 检验,方差不齐采用邓尼特 T3(Dunnett T3)检验。P 0.05)。灌胃治疗 2 周后,假手术组大鼠体质量高于其余各组。与模型组比较,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠体质量增加(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组比较,高剂量组大鼠体质量增加(P 0.01)。与阳性对照组比较,海风藤组方低剂量组、高剂量大鼠体质量增加(P 0.05)。灌胃治疗 2 周后,各组大鼠神经功能好转,自主活动增加,活动能力增强,抗阻力能力增加,肢体偏瘫程度降低,反应能力提高。阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠神经功能评分低于模型组(P 0.01)。阳性对照组、海风藤组方高剂量组大鼠神经功能评分低于低剂量组(P 0.01),见图 1。注:与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.01;与阳性对照组比较,#P 0.05)。灌胃治疗 2 周后,海风藤组方高剂量组、低剂量组、阳性对照组大鼠血肿体积低于模型组(P 0.01)。海风藤组方高剂量组大鼠血肿体积低于低剂量组(P 0.05),见图 2。132023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023 中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology 注:A.假手术组;B.模型组;C.阳性对照组;D.海风藤组方低剂量组;E.海风藤组方高剂量组。与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.05。图 2 各组大鼠血肿体积比较(x s)3.3大鼠血肿液和血清 MCP-1 和 COX-2 含量变化灌胃治疗后,与模型组比较,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠血肿液 MCP-1 和COX-2含量降低(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组比较,阳性对照组、高剂量组大鼠血肿液 MCP-1 和COX-2 含量降低(P 0.05),见图 3。注:与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.01。图 3 大鼠血肿液 MCP-1 和 COX-2 含量变化(x s)与假手术组比较,模型组大鼠血清 MCP-1 和COX-2 含量升高(P 0.01)。与模型组比较,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠血清MCP-1和 COX-2 含量降低(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组比较,阳性对照组大鼠血清 MCP-1 含量降低(P 0.01),COX-2 含量降低(P 0.05)。海风藤组方低剂量组与高剂量组大鼠血清MCP-1差异显著(P 0.01),COX-2 含量无明显差异,见图 4。3.4 大鼠透射电镜血肿外膜观察结果灌胃结束后次日,取大鼠血肿外膜组织做透射电镜观察,结果显示各组大鼠血肿外膜均出现大量新生毛细血管,可见成纤维细胞,且纤维组织增生活跃并有不同程度的炎性反应,血管内皮细胞核大,呈圆形、卵圆形或锯齿形,多数毛细胞血管无管腔形成,基底膜形成不完整,内皮细胞间隙增宽。部分新生毛细血管内有管腔形成,血管结构较为完整,有少量的血细胞和23中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology 2023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023血浆成分充填,可见红细胞渗出于毛细血管周围。与模型组相比,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组大鼠血管纤维组织趋于成熟、炎性反应较轻,新生毛细血管完整管腔较模型组多见,红细胞渗出少,内皮细胞损伤轻,见图 5。注:与假手术组比较,#P 0.01;与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.05,P 0.01。图 4 大鼠血清 MCP-1 和 COX-2 含量变化(x s)注:A.假手术组;B.模型组;C.阳性对照组;D.海风藤组方低剂量组;E.海风藤组方高剂量组。图 5 各组大鼠血肿外膜透射电镜结果(400)3.5 大鼠血肿外膜中 VEGF 和 TGF-1 表达比较与假手术组比较,模型组大鼠血肿外膜组织VEGF、TGF-1 蛋白表达水平升高(P 0.01)。与模型组比较,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠血肿外膜组织 VEGF、TGF-1 蛋白表达水平降低(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组比较,阳性对照组、高剂量组大鼠血肿外膜组织 VEGF 表达水平降低(P 0.05)。与海风藤组方低剂量组比较,高剂量组大鼠血肿外膜组织 TGF-1 表达水平降低(P 0.05),见图 6。3.6 大鼠血肿外膜新生血管密度比较免疫组化结果显示,CD31 表达于各组大鼠血肿外膜组织中,与假手术比较,模型组、阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠 CD31 表达增加。与模型组比较,阳性对照组、海风藤组方低剂量组、高剂量组大鼠 CD31 表达减少。与海风藤组方低剂量组比较,阳性对照组、高剂量组大鼠 CD31 表达减少。与阳性对照组比较,海风藤组方高剂量组大鼠 CD31 表达减少,见图 7。各组大鼠血肿外膜 MVD 比较,假手术组大鼠MVD 最低,模型组大鼠 MVD 明显高于各治疗组,差异有统计学意义(P 0.01)。与海风藤组方低剂量组比较,阳性对照组大鼠 MVD 降低(P 0.01)。与阳性对照组比较,高剂量组大鼠 MVD 降低(P 0.01),见表 1。332023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023 中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology 注:A.假手术组;B.模型组;C.阳性对照组;D.海风藤组方低剂量组;E.海风藤组方高剂量组。与假手术组比较,#P 0.01;与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.05。图 6 各组大鼠血肿外膜 VEGF、TGF-1 表达情况注:A.假手术组;B.模型组;C.阳性对照组;D.海风藤组方低剂量组;E.海风藤组方高剂量组。图 7 各组大鼠免疫组化结果(400)表 1 各组大鼠血肿外膜 MVD 比较(x s)组别n剂量血管密度假手术组1010.98 3.92 模型组9106.79 21.03#阳性对照组92.1 mg/kg52.88 14.63#海风藤组方低剂量组101.82 g/kg35.76 12.25#海风藤组方高剂量组103.64 g/kg26.84 11.92#F 值52.90P 值0.00 注:与假手术组比较,#P 0.01;与模型组比较,P 0.01;与海风藤组方低剂量组比较,P 0.01。4 讨论CSDH 常继发于颅脑损伤,可发生于各个年龄段,以 60 岁以上的老年男性多见9。目前对于 CSDH 发病机制的研究尚无统一定论,并且其临床上治疗手段有限10,因此,对于 CSDH 的发病机制与相应诊疗措施的深入研究具有重要的科研价值和临床指导意义。目前关于 CSDH 病理生理机制的研究表明,血肿局部炎症反应和血管生成是 CSDH 发病及进展的两大因素11-12,血肿内部炎症反应持续刺激,血肿包膜尤其是外膜新生血管生成,因新生血管结构不完整,内皮间43中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology 2023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023隙宽,向血肿腔内慢性渗液,导致 CSDH 的持续发展13。对 CSDH 的中医分析认为,外伤为发病外因14,外伤头颅,内伤脑髓,迁延失治,导致脑络失和,气血失调,内因年高精虚,运血无力,发为本病15。根据血瘀为患的基本病机16,结合前期研究海风藤对于CSDH 大鼠的治疗作用,从活血化瘀角度建立治法,采用以海风藤为君药的汤剂,在本研究中观察到较好疗效。大鼠 CSDH 模型中,通过对大鼠体质量、神经功能评分的评估来反应大鼠患病后总体情况,实验结果表明,对 CSDH 大鼠体质量、神经行为学评分、血肿体积等总体评价性指标中,与模型组相比,海风藤组方低剂量和海风藤组方高剂量组显示出更好的治疗效果,表现为大鼠体质量增加,活动能力增加,血肿体积减少。与海风藤组方低剂量组相比,海风藤组方高剂量组治疗效果更好。研究认为,血肿局部促炎与抗炎因素在 CSDH 发展中具有重要作用17,与血清相比,血肿液中高水平细胞因子含量反应出 CSDH 病理机制更倾向于局部炎症反应而非全身炎症反应,MCP-1 是激活与趋化单核巨噬细胞的主要细胞因子,血肿液 MCP-1 水平可反应血肿内炎症程度。而 COX-2 是花生四烯酸转化为前列腺素的同工酶,在病理状态下 COX-2 途径是启动炎症反应的重要途径之一。外伤作用下硬脑膜边缘细胞损伤引发局部病理过程,通过局部 COX-2 途径的激活和 MCP-1 特异性趋化单核巨噬细胞引起炎症反应。本实验观察到炎症因子 MCP-1、COX-2 在血肿液中和血清中均升高,在血肿液中升高更显著,表明血肿内炎症反应明显,虽然炎症反应可同时启动机体的自主修复功能,但持续性的炎症反应亦增加局部血管通透性,并促进血肿外膜血管生成,最终导致血肿包膜形成和血肿进展18,治疗后海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组炎症因子水平下降,抑制炎症反应是海风藤组方治疗 CSDH 的机制之一。CSDH 包膜由内膜和外膜两层结构构成,研究发现,血肿的发生和发展主要与血肿外膜关系密切19,血肿外膜的超微结构异常在促进血肿增长方面起到关键作用20。本实验在血肿外膜组织中观察到大量的毛细血管,在透射电镜下观察发现,这些毛细胞血管大部分无管腔形成,基底膜不完整,内皮细胞间隙宽,细胞间无紧密连接,在毛细血管周围见红细胞渗出。新生血管结构不完整、通透性高等因素可能解释了血肿反复出血的来源。各组观察结果发现,与模型组比较,海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组血管纤维组织趋于成熟,红细胞渗出轻,完整管腔多见。局部炎症刺激及组织缺氧是血肿包膜血管生成的主要因素21,VEGF 和 TGF-1 信号通路与血管形成过程密切相关,广泛存在于血管内皮细胞,具有明显的促血管生成作用22。通过对血肿外膜血管生成相关因子 VEGF 和 TGF-1 表达水平的检测及比较发现,在各组大鼠血肿外膜组织中,VEGF 和 TGF-1 表达水平均增高,海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组表达水平低于模型组。在分析大鼠血肿外膜新生血管密度的结果中,与模型组比较,海风藤组方低剂量组、海风藤组方高剂量组新生血管密度更低。以上结果表明海风藤组方可通过抑制血管生成相关因子VEGF 和 TGF-1 表达,减少 CSDH 新生血管生成,进而减少血肿生成,起到治疗 CSDH 的作用。综上所述,海风藤组方可改善 CSDH 大鼠神经功能,抑制血肿发展,促进血肿吸收,作用机制可能与降低 MCP-1、COX-2 相关炎症反应水平,并减少炎症等因素导致的血管生成,降低新生血管密度有关。但海风藤组方药理成分复杂,具体起效成分及其他作用途径和靶点仍需进一步研究。参考文献:1 KOLIAS A G,CHARI A,SANTARIUS T,et al.Chronic subdural hae-matoma:modern management and emerging therapies J.Nat RevNeurol,2014,10(10):570-578.2 BALSER D,FAROOQ S,MEHMOOD T,et al.Actual and projectedincidence rates for chronic subdural hematomas in United States Veter-ans Administration and civilian populationsJ.Journal of Neurosur-gery,2015,123(5):1209-1215.3 YADAV Y R,PARIHAR V,NAMDEV H,et al.Chronic subdural he-matomaJ.Asian J Neurosurg,2016,11(4):330-342.4 夏士涛,王培宇,张开创,等.海风藤醇提物对慢性硬膜下血肿大鼠的治疗作用及机制J.广州中医药大学学报,2021,38(12):2723-2729.5 QUAN W,ZHANG Z,TIAN Q,et al.A rat model of chronic subduralhematoma:Insight into mechanisms of revascularization and inflamma-tionJ.Brain Research,2015,16(25):84-96.6 黄继汉,黄晓晖,陈志扬,等.药理试验中动物间和动物与人体间的等效剂量换算 J.中国临床药理学与治疗学,2004(9):1069-1072.7 夏相宜,肖长江,王宇红,等.脑健胶囊对 MCAO 大鼠脑组织 Fas凋亡途径的影响J.湖南中医药大学学报,2015,35(1):11-15,71.8 MAEDA K,CHUNG Y S,OGAWA Y,et al.Prognostic value of vascu-lar endothelial growth factor expression in gastric carcinomaJ.Can-cer,1996,77(5):858-863.9 BARTEK J J R,SJAVIK K,KRISTIANSSON H,et al.Predictors ofRecurrence and Complications After Chronic Subdural Hematoma Sur-gery:A Population-Based StudyJ.World Neurosurgery,2017(106):609-614.10 徐学友,杨振宇,宋佳泉,等.多学科诊疗模式下钻孔引流术治疗高龄慢性硬膜下血肿临床分析J.中国现代神经疾病杂志,532023 年 8 月第 51 卷第 8 期Vol.51,No.8,Aug.2023 中 医 药 学 报Acta Chinese Medicine and Pharmacology2019,19(9):666-672.11 FEGHALI J,YANG W,HUANG J.Updates in chronic subdural hemato-ma:epidemiology,etiology,pathogenesis,treatment,and outcome J.World Neurosurg,2020,141:339-345.12 CARMELIET P,JAIN R K.Molecular mechanisms and clinical appli-cations of angiogenesisJ.Nature,2011,473(7347):298-307.13 MARSHMAN L A,MANICKAM A,CARTER D.Risk factors for chro-nic subdural haematoma formation do not account for the establishedmale biasJ.Clin Neurol Neurosurg,2015,131:1-4.14 马德宇,周仲芳,李启泉,等.加减血府逐瘀汤治疗老年性慢性硬膜下血肿的临床研究J.中药材,2014,37(8):1499-1501.15 刘建民,郭兴荣,黄良文,等.血府逐瘀汤促进慢性硬膜下血肿术后脑复张临床研究J.新中医,2011,43(8):35-36.16 樊永平,刘伟明,杨涛,等.中医药在慢性硬膜下血肿临床治疗中的应用J.中华中医药杂志,2022,37(9):5240-5243.17 EDLMANN E,GIORGI-COLL S,WHITFIELD PC,et al.Pathophysio-logy of chronic subdural hematoma:inflammation,angiogenesis andimplications for pharmacotherapyJ.Journal of Neuroinflammation,2017,14(1):108.18 THOMAS P A W,MARSHMAN L A G,RUDD D,et al.Growth andresorption of chronic subdural hematomas:gardner,weir,and the os-motic hypothesis revisitedJ.World Neurosurgery,2019,132:e202-e207.19 NAKAGAWA T,KODERA T,KUBOTA T.Expression of matrix metal-loproteinases in the chronic subdural haematoma membraneJ.ActaNeurochir(Wien),2000,142(1):61-66.20 HUA C,ZHAO G,FENG Y,et al.Role of matrix metalloproteinase-2,matrix metalloproteinase-9,and vascular endothelial growth factor inthe development of chronic subdural hematomaJ.J Neurotrauma,2016,33(1):65-70.21 HONG H J,KIM Y J,YI H J,et al.Role of angiogenic growth factorsand inflammatory cytokine on recurrence of chronic subdural hemato-maJ.Surg Neurol,2009,71(2):161-165.22 AOYAMA M,OSUKA K,USUDA N,et al.Expression of mitogen-activa-ted protein kinases in chronic subdural hematoma outer membranesJ.JNeurotrauma,2015,32(14):1064-1070.Effect of Formulae Composed of Caulis Piperis Kadsurae and Other Medicinalson the Expression of Inflammatory Mediator Titers and Its DependentNeovascularization in Rats with Chronic Subdural HematomaXIA Shitao,ZHENG Pengyue,WANG Peiyu,WU Beifeng(The First Affiliated Hospital of Heilongjiang University of Chinese Medicine,Harbin 150040,China)Abstract Objective:To observe the effects of formulae composed of Haifengteng(caulis piperis kadsurae,CPK)andother medicinals on inflammatory mediators monocyte chemoattractant protein-1(MCP-1),cyclooxygenase-2(COX-2),and neovascularization in rats with chronic subdural hematoma,and to explore the treatment action andmechanism of formulae with CPK on chronic subdural hematoma in rats.Methods:Sixty SD rats were collected and themodels of chronic subbural hematoma were established by autologous blood injection.The rats were divided according toa random number table into a sham surgery group(n=10),a model group(n=9),a positive control group(n=9),alow-dose group of CPK formula(n=10),and a high-dose group of CPK formula(n=10).The sham operation groupand model group were given saline by gavage,the positive control group was administrated with atorvastatin calciumtablet aqueous solution by gavage,and the low-dose and high-dose groups of CPK formula were gavaged with CPKformula decoction,once a day,for 14 consecutive days.Samples were taken from the rats for analysis after the 14 days.The body weight and neurological behavior score of the rats were observed,the hematoma volume was measured by MRI,and the levels of MCP-1 and COX-2 in serum and hematoma fluid were detected by enzyme-linked immunosorbentassay(ELISA).The changes in the structure of the hematoma outer membrane were observed by transmission electronmicroscopy,and the density of newly formed microvessels in the hematoma outer membrane was detected byimmunohistochemical staining.The expression levels of vascular endothelial growth factor(VEGF)and transforminggrowth factor 1(TGF-1)in the hematoma outer membrane tissue were detected by Western blotting.Results:Compared with the sham group,the serum levels of MCP-1 and COX-2 in the model group were elevated(P 0.01).Compared with the model group,the hematoma volume was reduced,neurological function was improved,serumand hematoma levels of MCP-1 and COX-2 were decreased(P 0.01),the expression levels of VEGF and TGF-1 in the hematoma external tissue(P 0.01),and the density of newly formed blood vessels in the h